Category: Fisiologi Hewan


Raker Respirasi


RESPIRASI

 

GERAKAN-GERAKAN PERNAFASAN

Tujuan

Mempelajari gerakan-gerakan nafas dan perubahan-perubahannya yang disebabkan oleh beberapa factor seperti pengaruh-pengaruh dari sikap badan, menelan dan berbicara, kerja fisik, kadar CO2, ransangan sensorik yang kuat. Juga akan mempelajari berbagai macam volume pernafasan.

Dasar teori

Sikap badan, kerja fisik, dan macam-macam ransangan dapat mempengaruhi gerakan-gerakan pernafasan. Gerakan pernafasan harus disesuaikan dengan kebutuhan tubuh dalam keadaan dan suasana tertentu, sehingga kebutuhan akan zat-zat makanan, O2, panas, dapat terpenuhi dan zat yang tidak diperlukan oleh tubuh dapat dibuang.

Bahan dan alat

–          Stetograf dengan pipa karet/plastic

–          Kimograf lengkap

–          Pencatat waktu

–          Tambur marey dengan penulisnya

Stetograf terdiri dari sebuah pipa karet “corrugated” yang dapat secara elastic memanjang dan memendek, sehingga ruangan di dalamnya dapat membesar atau mengecil. Satu ujung pipa itu tertutup sedangkan yang lain terbuka dan dapat dihubungkan dengan pipa penyambung karet/plastic dengan tambur marey.

Stetograf ini dipasan melingkar dada sehingga gerakan-gerakan pernafasan menyebabkan perbedaan tekanan dalam ruangan di rangkaian stetograf, pipa penyambung, tambur dan karena itu naik dan turunnya penulis pada tambur mencerminkan gerakan-gerakan nafas yang dapat direkam pada kimograf. Stetograf dipasang pada dada subyek setinggi puting susu yaitu tempat yang mempunyai gerakan-gerakan nafas maksimal. Pada waktu perangsangan itu, ujung untuk hubungan dengan system perekam harus terbuka. Pipa penyambung dihubungkan dengan ujung stetograf tersebut pada saat subyek menehan nafas pada akhir eksperimen biasa. Dengan demikian gerakan penulis dapat diatur gerakannya. Penulis ini baru ditempelkan pada tromol kimograf jika diperlukan rekaman-rekaman saja. Putarkan tromol pada kecepatan rendah. Subyek yang direkam gerakan-gerakan nafasnya dalam posisi duduk atau berdiri. Harus membelakangi kimograf sehingga ia tidak dapat melihat rekaman-rekamannya, sebelum melepaskan tetograf, hubungannya dengan pipa penyambung harus dilepaskan dahulu.

Tata kerja

  1. Pengaruh sikap badan, menelan dan berbicara terhadap gerakan-gerakan nafas abdominal dan torakal.
    1. Subyek dibiarkan tidur terlentang selama 5 menit, lalu dibuat rekaman.
    2. Ia disuruh duduk selama 5 menit, lalu dibuat rekaman.
    3. Rekaman juga dibuat sewaktu berdiri (dibiarkan berdiri tenang selama 5 menit).
    4. Sementara subyek berdiri, stetograf dipasang satu lagi, tetapi melingkari abdomen bagian atas. Gerakan-gerakan nafas abdomen dan dada direkam bersama-sama. Stetograf yang melingkari perut dilepaskan.
    5. Mulutnya diisi dengan air minum  (satu teguk). Gerakan-gerakan nafas-biasa direkam, kemudian dia disuruh menelan air itu sewaktu melakukan inspirasi. Percobaan ini diulang, tetapi air ditelan saat melakukan eksperimen.
    6. Setelah didapat rekaman normal, subyek disuruh membaca dengan suara perlahan-lahan, dan dibuat rekaman. Rekaman dibandingkan dengan suara-suara yang diucapkannya.
    7. Rekaman waktu dibuat di bawah masing-masing rekaman. Lalu kurva gerakan-gerakan nafas, frekuensi, amplitudo, fase-fase, inspirasi dan ekspirasi dipelajari dan dicatat hasilnya.

 

  1. Pengaruh kerja fisik, akibat hepernea.
    1. Hubungan antara stetograf dengan system perekaman dilepaskan dan subyek disuruh berlari di tempat selama 2 menit. Lalu stetograf dengan perekaman dihubungkan kembali dan dibuat perekaman sampai kurva pernafasan normal kembali.
    2. Gerakan pernafasan-biasa direkam. Sementara masih direkam, subyek disuruh menghentikan nafasnya selama mungkin. Lamanya menghentikan nafas dicatat.
    3. Gerakan pernafasan-biasa direkam, penulis dilepasakan dari tromol dan subyek disuruh nafas dalam-dalam secara cepat selama 3 menit. Beberapa gerakan nafas dalam-dalam terakhir direkam lalu subyek disuruh menghentikan pernafasannya selama mungkin. Lamanya berhenti nafas dicatat.
Iklan

Tanggal Praktikum                  : 22 November 2011

Dosen Pembimbing                 :

Kelompok Praktikum              : D2

 

 

 

PENCERNAAN

 

Anggota kelompok :

 

  1. Yusuf Jafar Rizali                   D14100064
  2. Laura Casalla                          D14100097
  3. Mujahid Alfikri                       D14100098
  4. Ishfi                                         D14100101
  5. Kartini Tambunan                   D14100102

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

DEPARTEMEN ILMU PRODUKSI DAN TEKNOLOGI PETERNAKAN

FAKULTAS PETERNAKAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2011

 

PENCERNAAN

 

Gerakan Usus dan Kerutan Segmen Usus di Luar Tubuh

Tujuan

  1. Mempelajari gerakan usus in situ pada kelinci.
  2. Mempelajari segmen usus yang diisolasi, dan mengamati:

–          Kontraksi ritmis usus yang normal.

–          Pengaruh suhu terhadap frekuensi dan kekuatan kontraksi.

–          Pengaruh zat-zat kimia/obat-obatan yang otonom.

 

Dasar Teori

Usus halus merupakan bagian terpenting dari saluran pencernaan. Di dalamnya berlangsung tahap-tahap akhir pencernaan bahan makanan yang kemudian disiapkan untuk diabsorpsi.

Dengan demikian, gerakan usus halus sangat erat kaitannya dengan fungsi absorbsi di dalam usus. Gerakan-gerakan usus tersebut ialah gerakan segmentasi, gerakan pendulum dan gerakan peristaltik.

Gerakan segmentasi diduga sebagai gerakan usus yang paling penting pada usus halus dan berfungsi memotong-motong massa makanan yang terletak memanjang menjadi potongan-potongan lonjong dengan cara kontraksi pada interval-interval yang teratur sepanjang massa makanan di dalam usus. Sesaat kemudian masing-masing potongan ini dipotong-potong lagi, sedangkan potongan-potongan yang berdekatan akan saling mendekat dan membentuk potongan baru. Potongan ini selanjutnya dipotong-potong lagi dan prosesnya berulang kembali.

Gerakan bandul lonceng (pendulum) berperan dalam pencampuran lokal isi usus dengan getah-getah pencernaan. Pada gerakan ini, terjadi kontraksi segmental pada interval-interval tertentu sepanjang ujung halus. Oleh karena itu makanan seolah-olah diremas-remas secara bergilir pada tempat-tempat tertentu.

Gerakan peristaltik merupakan mekanisme utama dari gerakan maju pada usus yang lunak. Pada gerakan ini terbentuk cincin kontriksi yang mendorong isi usus yang sedang relaksasi. Gelombang kontriksi ini bergerak sepanjang usus sebagai gelombang peristaltik yang membawa ingesta ke arah belakang saluran pencernaan.

Aktivitas motorik dari saluran pencernaan ada di bawah pengaruh susunan saraf otonom (SSO) melalui serabut-serabut simpatis dan parasimpatis yang memasuki lapisan otot dan melalui sistem saraf intrinsik yang terdiri dari pleksus-pleksus saraf. Ada dua macam pleksus utama, yaitu:

  1. Pleksus mienterik (Aurbach) yang terletak diantara lapisan otot longitudinal dan sirkuler.
  2. Pleksus submukosa (Meisner) yang terletak diantara lapisan otot sirkuler dan muskularis mukossa.

Rangsangan pada saraf-saraf simpatis atau parasimpatis dapat merubah kerutan usus yang normal. Demikian pula pemberian zat-zat otonom lainnya.

 

Alat dan Bahan

–          Kelinci, alat-alat diseksi

–          Larutan Tyrode 37o C

–          Cawan petri besar ukuran diameter 30 cm

–          Alat suntik (syringe) 20 cc, kimograf, statif, klem-klem, tromel

–          Alat pencatat kerutan usus, alat pencatat rangsangan

–          Gelas beker 300 ml, gelas beker 800 ml, Aerator

–          Benang, air panas 40o C

–          Adrenalin 1:10.000, asetil kolin 1:100.000

 

Tata Kerja

  1. Seekor kelinci dianestesi dengan nembuntal dan disiapkan untuk insisi pada abdomennya.
  2. Abdomen dibuka dan diamati, lalu dicatat berikut ini:

–          gerakan segmentasi

–          gerakan pendulum

–          gerakan peristaltic

  1. Usus kelinci tersebut dikeluarkan dan dimasukan ke dalam cawan petri besar yang berisikan larutan Tyrode 37o C.
  2. Isi usus disemprot keluar sampai bersih secara perlahan-lahan menggunakan syring 20 cc yang berisikan larutan Tyrode 37o C.
  3. Potongan usus halus diambil sepanjang 3-4 cm.
  4. Kedua ujung potongan usus tersebut diikat dengan benang.
  5. Ujung bawah usus tersebut diikat pada ujung tabung gelas aerator, sedangkan ujung atau usus dihubungkan dengan alat pencatat kontraksi.
  6. Pengikatan no. 6 dilakukan dalam gelas beker yang berisikan larutan Tyrode 37o C.
  7. Gelas beker yang lebih besar (800 ml) diisi dengan air hangat 40o C, dan gelas beker no. 8 dimasukan ke dalam gelas beker yang berisikan air ini.
  8. Kimograf disiapkan untuk putaran yang agak lambat (15 cm/1 menit) dan diatur agar alat pencatat kontraksi usus dan alat pencatat rangsangan menyentuh kertas yang melekat pada tromol kimograf.
  9. Suhu larutan dijaga agar tetap 37o C dan O2 dimasukan melalui aerator.
  10. Kerutan usus yang normal dibuat catatannya sepanjang 5 cm.
  11. Dibuat pencatatan kontraksi terakhir ritmik usus yang normal sepanjang 3 cm, setelah itu dihentikan, dan suhu larutan Tyrode (tempat usus berada) diturunkan menjadi 33o C dengan cara air 40o C dalam gelas beker luar ditukar dengan air dingin. Dibuat lagi pencatatan sepanjang 5 cm selama usus berada di dalam larutan Tyrode yang bersuhu 33o C.
  12. Suhu larutan Tyrode dikembalikan menjadi 37o C dan dibuat lagi pencatatan kontraksi usus yang normal sepanjang 5 cm. Asetilkolin 1:100.000 diteteskan sebanyak 5-6 tetes dan dibuat lagi pencatatan effeknya sepanjang 5 cm. Usus dibilas sebanyak 2 kali menggunakan larutan Tyrode yang baru (bersih).
  13. Dibuat pencatatan kontraksi usus yang normal sepanjang 3 cm. Adrenalin 1:10.000 diteteskan sebanyak 5-6 tetes ke dalam larutan Tyrode dan dibuat pencatatan effeknya sepanjang 5 cm.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

HASIL PERCOBAAN

GERAKAN DAN KERUTAN USUS

 

GERAKAN USUS:

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

KERUTAN USUS:

   

FREKUENSI/MENIT

Tinggi gelombang (mm)

1.

2.

3.

4.

5.

NORMAL

SUHU 30o C

SUHU 40o C

ASETYL KHOLIN

ADRENALIN

   

 


Tanggal Praktikum                  : 29 November 2011

Dosen Pembimbing                 :

Kelompok Praktikum              : D2

 

 

 

PENCERNAAN

 

Anggota kelompok :

 

  1. Yusuf Jafar Rizali                   D14100064
  2. Laura Casalla                          D14100097
  3. Mujahid Alfikri                       D14100098
  4. Ishfi                                         D14100101
  5. Kartini Tambunan                   D14100102

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

DEPARTEMEN ILMU PRODUKSI DAN TEKNOLOGI PETERNAKAN

FAKULTAS PETERNAKAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2011

 

METABOLISME

 

Mengukur Metabolisme Berdasarkan Konsumsi O2

Tujuan

Mengukur laju metabolisme berdasarkan konsumsi O2

 

Dasar Teori

Hewan dalam hidupnya selalu memerlukan energi untuk pertumbuhan, produksi, bekerja dan mempertahankan suhu tubuh agar kehidupannya berlangsung optimal. Semua energi tersebut berasal dari oksidasi zat makanan. Pengukuran metabolisme energi adalah pengukuran panas yang diproduksi oleh seekor hewan.

Ringkasnya:

Energi makanan = energi kerja + energi disimpan + energi panas tubuh.

Kalorimetri secara tidak langsung dapat dilakukan dengan cara mengukur konsumsi oksigen dalam waktu tertentu. Energi dalam tubuh hewan berasal dari oksidasi makan yaitu hidrat arang, lemak dan protein. Satu liter oksigen yang terpakai untuk mengoksidasi, hidrat arang menghasilkan panas 5.0 Kalori, lemak menghasilkan panas 4.7 Kalori, dan protein menghasilkan panas 4.6 Kalori.

Hidrat Arang:

C6H12O + 6O2 à 6CO2 + 6H2O

(GLUKOSA)

RQ = 6/6 = 1.0 dengan nilai kalor 5.0 Kal/lt O2

Lemak:

2C51H98O + 145O2 à 102CO2 + 92H2O

(tripalmitin)

RQ = 102/145 = 0.70 dengan nilai kalor 4.7 Kal/lt O2

Protein:

2C3H7O2N + 6O2 à (NH2)2CO + 5CO2 + 5H2O

(alanin)

RQ = 5/6 = 0.83 dengan nilai kalor 4.9 Kal/lt O2

RQ campuran maka adalah 0.82 dengan nilai kalori 4.825 Kalori/liter oksigen yang dikonsumsi.

Semua perhitungan harus dalam keadaan suhu dan tekanan baku (pada 273oK, tekanan 76 mmHg). Oleh karena digunakan hokum Boyle – Gay Lusac

 =

 

Tata Kerja

  1. Tikus ditimbang (dalam Kg).
  2. Sistem dipastikan tidak bocor.
  3. Suhu dan tekanan udara dicatat, ditulis sebagai T1 (dalam oK) dan P1.
  4. Tikus dimasukan ke dalam metabolor.
  5. Spoit ditarik di bagian luar metabolor (20 ml).
  6. Ruang metabolor ditutup, udara dimasukan ke dalam spoit, stop watch diperhatikan, dan diperhatikan bahwa permukan air di pipa U menjadi tidak sama.
  7. Lamanya tikus menghabiskan 20 ml udara dicatat, berapa lama permukaan air di pipa U kembali sama tinggi.
  8. Tutup metabolor dibuka.
  9. No 5, 6, dan 7 diulangi.
  10. –     Konsumsi O2 dalam 1 hari dihitung.

–          Konsumsi O2 dalam keadaan STP dihitung.

–          Produksi panas dihitung.

–          Laju metabolisme dihitung.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Lembar Kerja

Isilah isian yang bisa diisi.

  1. Tanggal percobaan      : ……….
  2. Tempat percobaan       : ……….
  3. Hewan percobaan       : ……….         Umur               : ……….

Jenis kelamin               : ……….         Bobot badan   : ……….

  1. Suhu                            : ………. oC    Tekanan           : ………. mmHg
  2. Lama tikus menghabiskan 20 ml udara                       : ………. menit
  3. Volume O2 yang dikonsumsi selama percobaan         : 20 ml ………. menit
  4. Volume O2 dikonsumsi/hari                                        : ……….
  5. Volume O2 dikonsumsi/hari pada STB                       : ……….
  6. Produksi panas                                                            : ………. Kal/hari
  7. Laju metabolisme/hari/BM                                          : ………. Kal/hari/kg0.75

BM (Bobot Metabolik)                                               : ………. BB0.75 (dalam kg)


B. KONTRAKSI SEDERHANA

Tujuan

Menentukan masa laten, masa kontraksi dan masa relaksasi dari suatu kontraksi sederhana (atau disebut juga kontraksi tunggal) dari otot skelet.

 

Bahan dan alat

  1. Sediaan otot saraf (n. ischiadicus dan m. gastrocnemius).
  2. Larutan garam faali (NaCl 0.65%).
  3. Kimograf lengkap dengan drum dan kertas pencatat.
  4. Stimulator.
  5. Alat fiksasi otot (klem otot), alat pencatat rangsangan dan statif.

 

Tata kerja

  1. Fiksasi otot dengan klem (penjepit otot) atau jarum pentul besar bila digunakan bak khusus.
  2. Ikatkan tendo archiles dengan benang pada alat pencatat kontraksi, jangan sampai kendur.
  3. Selama perlakuan usahakan agar otot basah oleh larutan garam faali.
  4. Hubungkan listrik dengan alat pencatat rangsangan.
  5. Sentuhkan elektroda perangsang pada saraf atau ototnya.
  6. Untuk 4a:

–          Buatlah putaran kimograf dengan putaran yang paling cepat. Nyalakan.

–          Putarlah drum dengan tangan agar mendapatkan rangsangan break saja.

–          Sentuhkan penyentuh pada kunci otomatis perlahan sampai ada kontraksi otot dan pencatat kontraksi memberi tanda pada kertas pencatat.

–          Letakkan posisi kecepatan pada kecepatan yang paling tinggi. Nyalakan.

–          Hentikan putaran dum dengan rem atau tangan sebelum terjadi kontraksi otot yang kedua.

  1. Beri tanda-tanda yang diperlukan untuk masa laten, masa kontraksi dan masa relaksasi. Gunakan pencatat kontraksi untuk memproyeksikan puncak kontraksi pada garis dasar.
  2. Hitung masa laten, masa kontraksi dan masa relaksasi. Bila kecepatan kimograf berputar dapat diketahui (kecepatan tersebut tertera pada kimografnya) maka masa-masa tadi dapat dihitung dengan membagi jarak masing-masing masa tadi dengan kecepatannya. Hitunglah dengan detik atau milidetik.

 

Lembar kerja:

Tempelkan gambar kontraksi sederhana yang telah saudara dapatkan di laporan praktikum.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Kecepatan kimograf          :                       mm/detik

Jarak masa laten                :                       mm, masa laten           :                       m detik

Jarak masa kontraksi         :                       mm, masa kontraksi    :                       m detik

Jarak masa relaksasi          :                       mm, masa relaksasi      :                       m detik

(m detik = milidetik)


Tanggal Praktikum                  : 11 Oktober 2011

Dosen Pembimbing                 :

Kelompok Praktikum              : D2

 

 

 

KARDIOVASKULER

 

Anggota kelompok :

 

  1. Yusuf Jafar Rizali                   D14100064
  2. Laura Casalla                          D14100097
  3. Mujahid Alfikri                       D14100098
  4. Ishfi                                         D14100101
  5. Kartini Tambunan                   D14100102

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

DEPARTEMEN ILMU PRODUKSI DAN TEKNOLOGI PETERNAKAN

FAKULTAS PETERNAKAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2011

 

JANTUNG DAN PEMBULUH DARAH

 

  1. 1.      JANTUNG KATAK

Tujuan

            Mempelajari beberapa sifat faali dari otot jantung: morfologi dan denyut jantung, pengaruh suhu dan zat kimia terhadap denyut jantung, otomasi jantung, asal denyut jantung.

Dasar teori

            Perbedaan otot rangka dengan otot polos, jaringan otot jantung terdiri atas sinsisium serabut-serabut otot yang satu dengan yang lain tidak terpisahkan. Setiap impuls yang timbul di jantung akan disebar ke seluruh otot jantung, dengan demikian kontraksinya akan selalu bersifat “all or none”. Di samping itu, kuat kontraksinya otot sangat ditentukan oleh panjang awal dari serabut-serabutnya (hukum Starling).

Satu sifat utama otot jantung adalah kemampuannya untuk membangkitkan sendiri impuls irama denyut jantung (otomasi jantung). Jantung yang dikeluarkan dari tubuh mampu tetap berkontraksi ritmis. Pada amfibia dan reptilia, irama ditentukan oleh sinus venosus. Aurikel iramanya sangat kurang cepat dan ventrikelnya paling rendah tingkat otomasinya. Otot jantung peka terhadap perubahan-perubahan metabolik, kimia dan suhu. Kenaikan suhu meningkatkan metabolisme dan frekuensi denyut jantung.

Bahan dan alat                                                   

–          Katak, papan gabus, es

–          Cairan Ringer, larutan adrenalin, kimograf, beban, alat pencatat jantung

–          Induktorium, elektroda perangsang

–          Termometer, benang

Tata kerja

Seekor katak diambil lalu dirusak otak dan sumsum tulang belakangnya. Katak diikat pada papan gabus dengan bagian ventral ke atas. Dibuat sayatan pada garis median di perut dan di dada. Episternum diangkat dan dipotong menggunakan pinset melalui tulang rawan sternum. Sternum dibuang dengan cara digunting memanjang di samping sternum dan melalui bagian-bagian pectoral di kedua sisi. Setelah jantung terlihat, epikardium diangkat menggunakan pinset dan pericardium dibuka hingga jantung keluar dari kantong.

  1. Morfologi dan denyut jantung

–          Jantung digambar dan disebutkan bagian-bagiannya mulai dari belakang dengan cara membalikannya ke atas menggunakan “finder” atau pinset.

–          Denyut jantung diamati untuk mengetahui bagian-bagian yang berkontraksi serempak atau bergantian. Kontraksi otot jantung disebut “sistole” yang ditandai oleh warna pucat. Sedangkan relaksasi otot jantung disebut “diastole” yang ditandai oleh warna merah kecoklatan.

  1. Pengaruh suhu dan zat kimia terhadap denyut jantung

–          Jantung dibasahi menggunakan cairan Ringer (suhu kamar). Lalu frekuensi denyut jantung dihitung (banyaknya denyut per menit).

–          Cairan Ringer didinginkan menggunakan es hingga suhunya mencapai 4oC-10oC. Sebagian cairan Ringer dituangkan ke dalam rongga di sekitar jantung hingga suhu cairan di sekitar jantung menjadi 15oC, ditunggu sebentar lalu dihitung frekuensi denyutnya.

–          Suhu cairan Ringer diganti menjadi suhu kamar menggunakan sebuah pipet hisap hingga suhu di sekitar jantung menjadi seperti semula dan dicatat frekuensi denyutnya.

–          Suhu cairan Ringer diganti menjadi 40oC-50oC. Lalu dilakukan cara yang sama dan dicatat frekuensi denyutnya. Setelah itu suhu di sekitar jantung dikembalikan ke suhu normal dengan cara mengganti cairan Ringer panas menjadi cairan Ringer yang bersuhu kamar.

–          Frekuensi denyut jantungnya dihitung. Larutan asetilkolin 1:1000 diteteskan pada jantung menggunakan sebuah pipet sebanyak 2-3 tetes. Ditunggu sebentar dan dihitung frekuensi denyutnya. Lalu asetilkolin dibuang dengan cara membilas jantung dengan cairan Ringer bersuhu kamar menggunakan kapas atau pipet sampai bersih.

–          Dihitung frekuensi denyutnya. Kemudian larutan adrenalin 1:1000 diteteskan pada jantung sebanyak 2-3 tetes dan dihitung frekuensinya. Larutan adrenalin dibuang menggunakan kapas. Lalu cairan Ringer di sekitar jantung diganti 2-3 kali. Setelah itu dihitung denyut jantungnya.

  1. Otomasi jantung

–          Disediakan cawan petri yang berisi cairan Ringer bersuhu kamar.

–          Ujung ventrikel jantung (apeks) dijepit dan diangkat ke atas.

–          Jantung dibebaskan dari tenun sekitarnya, kemudian pembuluh-pembuluh darah yang berhubungan dengan jantung dipotong sejauh mungkin dari jantung.

–          Jantung yang telah bebas diangkat dan diletakan dalam cawan petri yang berisi cairan ringer. Jantung tetap berdenyut walaupun dibebaskan dari susunan saraf pusat, susunan saraf otonom dan tidak dialiri darah. Setelah itu sifat otomasi urat daging jantung diamati dan dihitung frekuensinya.

 

Lembar kerja

  1. gambar jantung:

 

 

 

 

 

 

 

 

  1. hasil percobaan:

Nomor

Macam percobaan

Frekuensi denyut jantung

(banyaknya denyut/menit)

Sebelum

Sesudah

1

Suhu dingin    

2

Suhu panas    

3

Asetilkholin    

4

Adrenalin    

5

Otomasi    

 

  1. 2.      PEREDARAN DARAH DALAM PEMBULUH DARAH

Tujuan

  1. Membedakan gambaran anatomi dari arteriole, kapiler dan venule.
  2. Mempelajari sifat aliran darah dalam pembuluh-pembuluh tersebut.

Dasar teori

Sistem kardiovaskuler terdiri atas dua pompa serta saluran pembuluh darah untuk menyampaikan darah ke jaringan tubuh. Sesuai dengan fungsinya, pembuluh-pembuluh darah terdiri atas aorta, arteria, arteriole, kapiler, venule, dan vena. Akibat kontraksi jantung, sifat aliran darah dalam pembuluh darah adalah terputus-putus. Kecepatan aliran darah juga terkait dengan diameter dari pembuluh darah serta luas dari jaringan masing-masing pembuluh darah.

Bahan dan alat

–          Kodok atau katak

–          Papan fiksasi yang berlubang

–          Mikroskop

–          Jarum pentul

–          Sonde

–          Larutan asam cuka glacial

Tata kerja

Otak katak dirusak, selaput renangnya direntangkan di atas lubang pada papan fiksasi dan difiksir dengan jarum pentul. Setelah itu ditempatkan di bawah mikroskop dan diamati peredaran darah dalam arteri, arteriole, kapiler, venule. dan vena.

Peredaran darah diperhatikan dengan baik, sedikit larutan asam cuka diteteskan pada tempat yang terlihat di bawah mikroskop. Pipet dijaga agar tidak menyentuh selaput renang. Diperhatikan proses peradangan termasuk statis dan mungkin pula diapedesis. Selain selaput renang, mesenterium katak juga dapat dipakai dalam latihan ini.


Tanggal Praktikum                  : 15 November 2011

Dosen Pembimbing                 :

Kelompok Praktikum              : D2

 

 

 

ENDOKRIN

 

Anggota kelompok :

 

  1. Yusuf Jafar Rizali                   D14100064
  2. Laura Casalla                          D14100097
  3. Mujahid Alfikri                       D14100098
  4. Ishfi                                         D14100101
  5. Kartini Tambunan                   D14100102

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

DEPARTEMEN ILMU PRODUKSI DAN TEKNOLOGI PETERNAKAN

FAKULTAS PETERNAKAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2011

 

ENDOKRIN

 

UJI KEHAMILAN

Tujuan

Uji-uji kehamilan yang dipraktikumkan akan menunjukan bahwa deteksi kehamilan dapat dilakukan secara dini tanpa membutuhkan pengamatan klinis anatomis atas pasien.

 

Dasar Teori

Implantasi adalah peristiwa berkontaknya suatu benda asing pada lapisan endometrium uterus. Secara normal setiap benda asing yang masuk ke dalam tubuh akan mendapat perlawanan dari system homeostasis tubuh. Tetapi dalam peristiwa implantasi tidak terjadi penolakan atas blastocyst atau implant tersebut. Ini berarti bahwa untuk memungkinkan terjadinya implantasi, tubuh harus menyiapkan diri untuk menerima blastocyst tadi. Salah satu yang telah diketahui adalah dihasilkannya satu atau sejumlah hormone yang bekerja pada uterus menyebabkan uterus berada dalam status siap menerima blastocyst.

Pada manusia dikenal adanya hormone Human Chrorionic Gonadotropin (HCG) yang diproduksi pada suatu usia kehamilan masih dini (antara 35 sampai 89 hari setelah konsepsi). Pada kuda dihasilkan hormone Pregnant Mare Serum Gonadotropin (PMSG) mulai hari ke-50 sampai ke-100 setelah kopulasi. Karena kedinian sekresi hormon-hormon ini, identifikasi HCG atau PMSG dijadikan dasar berbagai uji kehamilan seperti uji Galli Mainini, Grafindex, Prognosticon, Ascheim Zondek dan sebagainya. Pada hewan, berbagai uji untuk menemukan PMSG dalam urine kuda betina sebagai indicator kebuntingan juga telah dilakukan.

Uji Galli Mainini didasarkan kenyataan bahwa pada umumnya wanita yang baru hamil/usia kehamilan masih dini, bila air seninya disuntikan pada katak jantan dapat mengekskresikan spermatozoa. Namun mekanisme terjadinya ekskresi spermatozoa oleh katak tersebut, belum jelas diketahui.

Uji Gravindex dan uji imunologis lainnya didasarkan pada reaksi antigen (HCG) dengan anti body terhadap HCG. Kondisi reaksi dibuat sedemikian rupa agar hasil reaksi dapat terlihat langsung tanpa harus menggunakan alat-alat tambahan. Biasanya penilaian positif atau negative berdasarkan terdapat tidaknya presitipasi sebagai hasil reaksi antigen anti bodi itu.

 

Percobaan 1.1 UJI GALLI MAININI UNTUK DETEKSI KEHAMILAN PADA WANITA.

 

Bahan dan Alat

Hewan percobaan:

Alat:    –     Mikroskop

–          Kaca objek dan kaca penutup

–          Alat suntik 5 ml dan jarum suntik

–          Gelas beker besar dan kawat kasa penutup

–          Pipet Pasteur atau pipet penetes mata

Bahan: –     Air seni wanita hamil muda (wanita yang terlambat haid lebih dari 14 hari)

–          Air seni dari seorang mahasiswi/wanita yang tidak hamil

–          Larutan NaCl fisiologis

 

Tata Kerja

  1. Cairan kloaka dari keempat ekor katak jantan diperiksa untuk mengetahui adanya spermatozoa atau tidak. Bila terdapat spermatozoa maka katak tidak boleh dipakai. Untuk mengetahui ada atau tidaknya spermatozoa, dilakukan cara sebagai berikut:
  2. Larutan NaCl fisiologis (lebih kurang 1 ml) dimasukan ke dalam kloaka katak menggunakan pipet pasteur atau pipet penetes mata.
  3. Cairan kloaka dikeluarkan dan diteteskan pada kaca objek menggunakan pipet yang sama. Setelah itu ditutup dengan kaca penutup dan diamati di bawah mikroskop dengan pembesaran 100x atau 450x.
    1. Air seni yang akan diperiksa disuntikan sebanyak 3-5 ml ke dalam kantung limfe katak, yaitu dengan cara ditusukannya jarum ke bawah kulit di daerah ventral paha, lalu diteruskan menembus sekat pembatas paha-perut. Masih tetap di bawah kulit, air seni itu disemprotkan ke dalam kantong limfe abdominal.
    2. Katak dimasukan ke dalam stoples yang berisi sedikit air dan ditutup dengan kawat kasa. Diusahakan agar katak tidak keluar. Bila perlu, diberi pemberat di atas kawat kasa tersebut.
    3. Setelah 1/2 jam, katak diambil dan cairan kloakanya diperiksa kembali, yaitu dengan cara dimasukannya larutan fisiologis (lebih kurang 0,5 ml) ke dalam kloaka, lalu daerah kloaka tersebut diurut (pijit) secara perlahan-lahan dan cairan kloakanya disedot. Cairan tersebut diteteskan ke atas kaca objek dan ditutup dengan kaca penutup, setelah itu diamati di bawah mikroskop. Spermatozoa katak terlihat sebagai suatu benda hidup, bergerak, mempunyai ekor dan kepalanya berbentuk baji.

 

Lembar Kerja

Tabel 3.1. Hasil Uji Galli Mainini.

Bahan yang disuntikan: …………

Nomor Katak

Waktu

Hasil

1.

2.

3.

4.

30 menit

1 jam

1 jam 30 menit

2 jam

………………………………

………………………………

………………………………

………………………………

 

Pertanyaan

  1. Ciri-ciri apa yang membedakan katak jantan dari katak betina?
  2. Apa makna hasil pemeriksaan: positif?
  3. Apa makna hasil pemeriksaan: negatif?

 


DARAH

 

  1. A.    SEDIAAN NATIF DARAH

Tujuan

Mengamati darah tanpa diproses lebih lanjut.

  1. Memperhatikan bentuk-bentuk sel darah ada tidaknya sel eritrosit yang mengalami krenasi (pengerutan), bentuk “reuleaux” sel-sel eritrosit, perbedaan antara eritrosit dan leukosit.
  2. Mengamati ada tidaknya mikroorganisme di dalam darah. Pemeriksaan yang rutin dilakukan di laboratorium klinik veteriner ialah pemeriksaan darah natif, kadar hemoglobin, hematokrit, menghitung jumlah eritrosit (sel darah merah), leukosit (sel darah putih), trombosit, menghitung waktu beku. Dengan memilih beberapa macam pemeriksaan rutin tersebut di atas dapat digunakan sebagai prosedur “screening”. Hasil yang didapatkan ini digabung dengan hasil pemeriksaan klinik dan etilogi dapat memberikan informasi diagnostik yang sangat berharga, juga dapat dipakai sebagai indikasi jika diperlukan pemeriksaan lebih lanjut, lebih teliti dan spesifik. Disamping itu pemeriksaan darah dapat digunakan untuk mendapatkan gambaran kemampuan tubuh pasien untuk memerangi penyakit yang dideritanya, juga dapat merupakan indikator parah tidaknya keadaan penyakit, keadaan penyakit tertentu, misalnya infeksi dan anemia.

Dasar teori

Rouleau (rouleaux, jamak): suatu formasi eritrosit yang saling berlekatan membentuk deretan seperti uang logam yang dideretkan. Biasanya terlihat di dalam sediaan natif, darah kuda dan kucing yang sehat juga dapat terlihat pada anjing dan babi, tetapi jarang pada sapi, kambing dan domba.

Mikroorganisme di dalam darah, misalnya larva dari Dirofilaria immitis pada anjing. “Trypanosoma” pada vertebrata pada umunya dan lain-lainnya, berenang diantara sel-sel darah, dan dapat dideteksi dalam preparat natif dengan menggunakan mikroskop.

Bahan dan alat

  1. Jarum penusuk pembuluh darah/alat pengambil darah lainnya
  2. Alkohol 70%
  3. Larutan fisiologis NaCl 0,9%
  4. Kapas
  5. Kaca benda (object glass) dan kaca penutup (cover glass)
  6. Mikroskop, dengan objektif 10x dan 40x, dan okuler 10x
  7. Gunting (kalau perlu)

Tata kerja

–          Alat-alat yang akan dipakai untuk pemeriksaan dibersihkan.

–          Daerah pengambilan darah dibersihkan dengan alkohol 70%. Bila daerah tersebut berbulu, maka dibersihkan terlebih dahulu menggunakan gunting.

–          Pada kaca benda diteteskan 1-2 tetes larutan fisiologis NaCl.

–          Pembuluh darah ditusuk, darah diambil dan diteteskan pada kaca benda yang telah ada larutan fisiologisnya. Dicampur dengan hati-hati dan ditutup dengan kaca penutup.

–          Diletakkan di bawah mikroskop dan diamati dengan cermat menggunakan perbesaran 100x, kemudian 400x.

–          Setelah selesai, mikroskop dibersihkan lagi.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Lembar kerja

  1. Pengamatan eritrosit:

Gambar butir-butir darah yang diamati di bawah mikroskop.

 

 

 

 

 

 

 

 

  1. Pengamatan sel lainnya:

 

 

 

 

 

 

 

 

  1. Pengamatan terhadap ada tidaknya mikroorganisme di dalam darah:

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

  1. Pengamatan lainnya:

 

 

 

 

 

 

 

 

Pertanyaan

  1. Dalam keadaan apa bentukan Rouleaux meningkat di dalam darah?
  2. Apa perlunya bulu di daerah pengambilan darah dicukur/dihilangkan?
  3. Apakah pemeriksaan ini dapat digunakan untuk mengamati macam-macam bentuk leukosit di dalam darah? Jelaskan jawaban anda!

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

  1. B.     WAKTU BEKU DARAH

Tujuan

            Menentukan waktu beku darah (waktu koagulasi darah) dari seekor hewan/manusia.

Prinsip

Darah yang akan keluar dari pembuluh darah akan berubah sifatnya, ialah dari sifat cair menjadi padat (fibrinogen menjadi fibrin). Waktu yang diperlukan untuk perubahan ini disebut waktu beku darah = waktu koagulasi darah.

Ada cara-cara yang cepat untuk menentukan WAKTU BEKU DARAH.

Cara 1:

Bahan dan alat

–          Gelas arloji berlapis paraffin

–          Jarum pentul

–          Alat pencatat waktu (stopwatch atau arloji tangan)

–          Alat penusuk: lanset yang steril

–          Alkohol 70%

–          Kapas

–          Gunting (kalau perlu)

Tata kerja

–          Bulu dibersihkan menggunakan gunting dan kapas beralkohol di tempat pengambilan darah, kemudian dikeringkan.

–          Daun telinga ditusuk menggunakan lanset yang steril, kemudian waktu dicatat pada saat darah keluar dari pembuluh darah (luka).

–          Darah sebanyak 1-2 tetes dipindahkan secara cepat ke dalam gelas arloji yang berlapis parafin.

–          Kepala jarum pentul ditusukkan ke dalam darah kemudian diangkat. Hal itu dilakukan setiap setengah menit sampai ada benang fibrin terlihat, kemudian dicatat lagi waktunya.

–          Waktu dari mulai darah keluar dari pembuluh darah (luka) sampai terbentuk benang fibrin disebut waktu beku darah.

 

Cara 2:

Bahan dan alat

–          Pipa kapiler dari gelas tanpa heparin

–          Lanset yang steril

–          Alkohol 70%

–          Kapas

–          Gunting (kalau perlu)

Tata kerja

–          Bulu dibersihkan menggunakan gunting dan kapas beralkohol di tempat pengambilan darah, kemudian dikeringkan.

–          Pembuluh darah ditusuk menggunakan lanset yang steril, kemudian waktu dicatat pada saat darah keluar dari pembuluh darah (luka).

–          Pipa kapiler gelas ditempelkan pada darah (jangan menempel pada luka), darah dibiarkan mengalir sendiri ke dalam pipa kapiler sampai ± 4/5 panjang pipa.

–          Ditunggu 2 menit, kemudian ± 1/10 bagian dari panjang pipa yang berisi darah tadi dipatahkan.

–          Hal yang sama dilakukan setiap ½ menit sampai keluar benang fibrin, kemudian dicatat lagi waktunya.

–          Waktu dari saat pencatatan waktu yang pertama sampai pencatatan waktu yang kedua, ialah sampai terlihat benang fibrin adalah waktu beku darah.

 

 

 

 

 

 

 

 

Lembar kerja

Hasil pengamatan:

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Pertanyaan

  1. Apa guna gelas arloji dilapisi parafin?
  2. Mengapa harus digunakan pipa kapiler gelas tanpa heparin?
  3. Kapan diperlukan pemeriksaan waktu beku darah ini?
  4. Terangkan teori mekanisme pembekuan darah dengan singkat!
  5. C.    MEMPELAJARI BEBERAPA FAKTOR YANG MENYEBABKAN HEMOLISIS

Tujuan

Mempelajari pengaruh (1) larutan hipotonis NaCl dan (2) zat yang menurunkan tegangan permukaan (saponin) yang menyebabkan terjadinya hemolisis.

Dasar teori

Hemolisis adalah pecahnya/rusaknya membrane eritrosit, sehingga hemoglobin bebas dalam medium sekelilingnya. Kerusakan membran eritrosit dapat disebabkan banyak factor, antara lain larutan hipotonis terhadap darah, penurunan tegangan permukaan membran sel, zat/unsur kimia tertentu, pemanasan dan pendinginan, rapuh karena ketuaan di dalam sirkulasi darah, dan lain-lain.

Prinsip

  1. Bila medium di sekitar eritrosit menjadi hipotons (karena penambahan larutan NaCl yang hipotonis), air akan masuk ke dalam eritrosit melalui membran eritrosit yang bersifat semipermiabel, dan menyebabkan sel eritrosit membengkak, sehingga dapat menyebabkan kerobekan/kerusakan membran, dan hemoglobin akan bebas dalam medium sekelilingnya.
  2. Saponin atau zat lainnya yang menurunkan tegangan permukaan sel dapat menyebabkan kerobekan/kerusakan membrane sel, karena tekanan di dalam sel eritrosit lebih besar dari pada di luar, akibatnya hemoglobin bebas dalam medium sekelilingnya.

Bahan dan alat

–          Larutan NaCl 0.9%, 0.65%, 0.45%, 0.25%, 0%, (aquadest)

–          1% ureum dalam larutan NaCl 0.9%

–          1% ureum dalam aquadest

–          1% saponin dalam larutan NaCl 0.9%

–          1% saponin dalam aquadest

–          Larutan NaCl 3%

–          Tabung reaksi 10 buah dalam rak

–          Pipet 5 ml 11 buah

–          Gelas objek 1 buah dengam 2 buah kaca penutup

–          Mikroskop

–          Kertas tissue/lap bersih dan halus

–          Darah yang tersedia (ditambah dengan anti koagulan)

Tata kerja

–          Tabung reaksi 1-10 diberi nomor

–          Tabung 1 diisi: larutan NaCl 0.9% (larutan isotonis dengan darah sebagai kontrol)

–          Tabung 2 diisi: larutan NaCl 0.65%

–          Tabung 3 diisi: larutan NaCl 0.45%

–          Tabung 4 diisi: larutan NaCl 0.25%

–          Tabung 5 diisi: larutan NaCl 0% (aquadest)

–          Tabung 6 diisi: 1% ureum larutan dalam larutan NaCl 0.9%

–          Tabung 7 diisi: 1% ureum larutan dalam aquadest

–          Tabung 8 diisi: 1% saponin larutan dalam larutan NaCl 0.9%

–          Tabung 9 diisi: 1% saponin larutan dalam aquadest

–          Tabung 10 diisi: larutan NaCl 3%

Masing-masing sebanyak 5 ml

–          Darah sebanyak 3 tetes ditambahkan ke dalam setiap tabung

–          Warna dan kekeruhan larutan diperiksa di dalam tabung

–          Warna merah cerah menunjukan adanya hemolisis. Warna merah keruh belum tentu tidak terjadi perubahan-perubahan. Kemungkinan sebagian sel eritrosit mengalamo hemolisis atau perubahan lainnya. Perlu dilakukan pemeriksaan secara mikroskopis untuk memastikannya.

Cara pemeriksaan mikroskop:

–          Larutan dari tabung 1 ditempatkan pada bagian kiri gelas objek sebanyak satu tetes sebagai kontrol  (pembanding). Kemudian satu tetes larutan dari tabung 2 ditempatkan pada bagian kanan gelas objek. Masing-masing sampel ditutup dengan gelas penutup.

–          Diperiksa di bawah mikroskop dengan obyek 10x dan okuler 10x, diperhatikan dan dibandingkan bentuk sel, besar dan banyaknya sel eritrosit dari sampel yang terletak di bagian kanan gelas obyek, yang berasal dari tabung no 2 dengan control di bagian kiri gelas obyek.

–          Dilakukan hal yang sama untuk tabung-tabung yang lainnya dengan menggunakan tabung ke 1 sebagai control.

–          Hasil pengamatan dicatat pada kolom-kolom yang tersedia.

–          Pada pemeriksaan mikroskopis, ditulis + bila terlihat jelas adanya hemolisis (warna merah cerah) dan – bila belum terlihat adanya hemolisis (warna merah keruh).

–          Pada kolom pemeriksaan mikroskopis, untuk bentuk, tulisan bulat licin, bulan berigi-rigi, atau gambaran lainnya. Sedangkan untuk besar dibandingkan dengan control (dari tabung no 1), ditulis = (sama dengan control), (lebih besar), dan (lebih kecil), dan untuk relative banyaknya sel eritrosit dibandingkan dengan control, tanda = (sama), (lebih banyak ), dan (lebih sedikit) dari control.

 

 

Larutan

Makroskopis

Mikroskopis

Warna

Derajat Hemolisis

Bentuk sel

Ukuran sel

 


Tanggal Praktikum                  : 8 November 2011

Dosen Pembimbing                 :

Kelompok Praktikum              : D2

 

 

 

DARAH III

 

Anggota kelompok :

 

  1. Yusuf Jafar Rizali                   D14100064
  2. Laura Casalla                          D14100097
  3. Mujahid Alfikri                       D14100098
  4. Ishfi                                         D14100101
  5. Kartini Tambunan                   D14100102

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

DEPARTEMEN ILMU PRODUKSI DAN TEKNOLOGI PETERNAKAN

FAKULTAS PETERNAKAN

INSTITUT PERTANIAN BOGOR

2011

 

SEDIAAN APUS DARAH TEPI

DAN DIFERENSIASI BDP

 

Tujuan

  1. Mempelajari membuat sediaan apus darah.
  2. Mengamati berbagai macam bentuk butir-butir darah yang terdapat pada preparat darah perifer.
  3. Menghitung % jenis-jenis BDP (leukosit) pada sediaan ulas darah perifer.

 

Prinsip

Sediaan ulas darah diwarnai dengan zat warna campuran asam dan basa (Giemsa, Wright, Hematoksilin, eosin dan sebagainya) akan menyebabkan komponen-komponen asam dari sel darah berwarna biru atau biru keungu-unguan, dan komponen basa dari sel berwarna merah. Dengan menggunakan mikroskop, berbagai bentuk butir-butir darah dapat diamati dan dipelajari, juga % jenis-jenis butir darah putih dapat dihitung.

 

Bahan dan alat

–          Gelas objek 2 buah

–          Bak pewarna, pipet tetes

–          Mikroskop

–          Zat warna Giemsa atau Wright

–          Metil alcohol (jika memakai zat warna Giemsa)

–          Minyak imersi, xylol

–          Alkohol 70%, kapas, jarum tusuk

–          Buffer fosfat pH 6.4-6.7

 

Tata Kerja

  1. A.    TEKHNIK MEMBUAT SEDIAAN APUS DARAH

–          Dua buah gelas objek disiapkan dalam keadaan bersih.

–          Setelah darah ditempatka 2 cm dari ujung sebuah gelas objek (sebelah kanan).

–          Bagian ujung lain gelas objek tersebut pada kedua sudutnya (sebelah kiri) dipegang dengan ibu jari dan telunjuk tangan kiri (atau gelas objek diletakkan di atas meja yang rata). Gelas objek lainnya dipegang dengan tangan kanan (pinggir-pinggir gelas objek dipegang oleh ibu jari dan keempat jari tangan kanan) dan bagian ujung depan gelas objek ini diletakan pada gelas objek yang tadi (pertama), sehingga membentuk sudut 30o di depan setetes darah tadi.

–          Gelas objek yang ada di tangan kanan digerakan ke belakang (sudut tetap 30o) sampai menyinggung tetesan darah tadi, sehingga darah menyebar sepanjang sudut antara kedua gelas objek.

–          Setelah darah menyebar, dengan hati-hati dan tanpa mengangkat gelas objek (sudut tetap 30o), gelas objek yang ada di tangan kanan segera didorong ke depan, maka terbentuk sediaan apus yang tipis. Ketebalan sediaan apus ditentukan oleh besarnya sudut antara kedua gelas objek. Makin besar sudut, makin tebal sediaan apusnya.

–          Sediaan apus dikeringkan, kemudian diwarnai.

 

  1. B.     TEKHNIK MEWARNAI SEDIAAN APUS DARAH

Pewarnaan dengan zat warna Giemsa:

–          Sediaan apus darah yang sudah dikeringkan di udara, dimasukan ke dalam metil alcohol (cairan fiksasi) selama 5 menit.

–          Setelah itu diangkat dan dikeringkan, kemudian dimasukan ke dalam larutan zat warna Giemsa, lalu dibiarkan selama 30 menit.

–          Preparat diangkat, dan kelebihan zat warna dicuci menggunakan air keran yang mengalir.

–          Dikeringkan di udara atau menggunakan kertas isap (preparat diletakan di antara dua lembar kertas isap dan perlahan-lahan ditekan-tekan.

Pewarnaan dengan zat warna Wright:

–          Sediaan apus darah (yang sudah dikeringkan) diletakan horizontal pada bak pewarna.

–          Seluruh permukaan apusan darah ditetesi dengan larutan zat warna Wright sebanyak 10-15 tetes, dan dibiarkan selama 1 menit.

–          Larutan buffer fosfat ditambahkan pada seluruh permukaan preparat sebanyak zat warna yang dipakai tadi (tanpa membuang zat warna). Larutan buffer diusahakan bercampur dengan larutan zat warna.

–          Dibiarkan selama 4 menit sampai terbentuk lapisan hijau metalik (mengkilat) pada permukaan preparat.

–          Cairan dibuang, dan preparat dicuci  dengan aquadest atau di bawah air keran yang mengalir.

–          Dikeringkan di udara atau menggunakan kertas isap.

–          Diperiksa di bawah mikroskop untuk melihat cukup baik atau tidaknya pewarnaan. Bila tidak cukup, dapat diwarnai lagi.

 

  1. C.    CARA MEMERIKSA SEDIAAN APUS, IDENTIFIKASI MACAM BUTIR-BUTIR DARAH DAN HITUNG % JENIS-JENIS LEUKOSIT

–          Mikroskop disiapkan dengan obyektif 100x dan okuler 10x.

–          Seluruh permukaan preparat diperiksa, preparat yang baik akan menunjukan warna kontras merah, biru keunguan, dan biru tua, misalnya:

  1. Eritrosit berwarna merah.
  2. Inti leukosit berwarna ungu tua atau biru tua.
  3. Granula di dalam sitoplasma granulosit ada yang berwarna merah, biru atau netral (antara merah dan biru)/.
  4. Trombosit berwarna kebiru-biruan.

Pengamatan butir-butir darah pada sediaan apus:

–          Preparat ditetesi dengan minyak emersi (obj: 100x; ok: 10x).

–          ERITROSIT

  1. Bentuk      : sama atau tidak
  2. Besar         : sama atau tidak
  3. Warna        : sama atau tidak

–          RETIKULOSIT (kadang-kadang)

–          TROMBOSIT

–          LEUKOSIT:

  1. GRANULOSIT:
    1. EOSINOFIL   : granula merah, besar-besar
    2. BASOFIL       : granula biru tua, besar-besar
    3. NEUTROFIL : granula netral, halus

Bentuk muda  : inti berbentuk batang

Bentuk tua      : inti berbentuk segmen

  1. AGRANULOSIT:

–          LIMFOSIT     : inti bulat, biru tua, sitoplasma sedikit, biru muda

–          MONOSIT      : inti berlekuk, biru tua, sitoplasma banyak, biru muda

 

Lembaran kerja:

Hasil pengamatan butir-butir darah yang terdapat pada preparat (nama dan gambaran/deskripsi):

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

  1. D.    CARA MENGHITUNG % JENIS-JENIS BDP (DIFERENTIAL LEUCOYTE COUNT)

–          Setelah bentuk jenis-jenis BDP diamati/dipelajari, % masing-masing jenis pada preparat ulas darah tersebut dihitung.

–          Setelah selesai bekerja dan sebelum mikroskop dikembalikan/disimpan, mikroskop dibersihkan menggunakan lap yang bersih dan halus. Bila dalam praktikum digunakan minyak imersi, maka mikroskop dibersihkan menggunakan xylol.

 

Lembaran kerja

Hasil:

% jenis-jenis BDP                   :

Neutrofil: berinti batang         :           =          %

Neutrofil: berinti segmen        :           =          %

Eosinofil                                  :           =          %

Basofil                                     :           =          %

Limfosit besar                         :           =          %

Limfosit kecil                          :           =          %

Monosit                                   :           =          %

Jumlah butir                            =          %

 

Pertanyaan

  1. Sebutkan perbedaan bentuk BDM antara manusia, kambing, katak, dan ikan!
  2. Terdapat perbedaan bentuk yang nyata di antara jenis-jenis BDP pada kelinci dan ayam. Jelaskan perbedaan tersebut!
  3. Dalam keadaan apa % eosinofil di dalam darah meningkat?

 

  1. E.     MENGHITUNG BDM/BDP UNGGAS

–          Pipet yang digunakan adalah pipet eritrosit

–          Larutan: BCB 0.3%

–          Daerah yang dihitung untuk BDM = 5 daerah R

–          BDP daerah yang dihitung = 4 daerah W ditambah 1 kotak besar di tengah